CUESTIONARIO No. 13.

1.¿Qué vías recorre el agua dentro de la raíz?

2.¿Dónde se ubica la banda de Caspary? ¿Qué influencia tiene ?

3.¿Qué zona de la raíz absorbe el agua?

4.¿Qué es la sequía fisiológica?

5.Defina porcentaje de marchitez permanente y capacidad de campo. Señale su importancia.

6.Señale las formas en que se puede encontrar el agua en el suelo ¿Cuál de ellas es absorbida por las raíces?

7.Cuando el contenido hídrico del suelo es inferior a la capacidad de campo ¿qué ocurre con la transpiración?

8.Describa los procesos que intervienen en la absorción de agua por las raíces.

9.Describa cómo se forman los estomas, dibuje sus componentes, describa la estructura de las células de guarda y su relación con la función de los estomas.

10.Infórmese acerca de la distribución de los estomas en las hojas y su significado.

11.Señale las diferentes vías por las cuales hay pérdida de agua. Indique en qué momento adquieren importancia.

12.Defina la transpiración y señale en qué lugar de la hoja se produce la evaporación.

13.Infórmese y describa las técnicas que están usando los fisiólogos para el estudio de la translocación.

14.Defina transpiración, presión radical y transiocacibn; señale cómo se producen estos fenómenos.

15.¿En qué habitat natural cree Ud. que la gutación es ventajosa para la planta?

16.¿Se podría estimular la gutación de una planta en el campo?

17.Indique la diferencia entre transpiración y gutación.

18.¿Cuál es la relación entre transpiración y absorción de agua por las raíces? Explíquelo.

19.¿Por qué se marchitan las hojas viejas más rápidamente?   

20.¿Es la transpiración la única función de los estomas? Explique.

21.Indique la diferencia entre hidrófilas, mesófilas y xerófilas con respecto a sus adaptaciones para controlar la pérdida de agua.

22.La transpiración de partes separadas de la planta se puede determinar por pesadas. Critique este procedimiento.

23.¿Qué utilidad tiene conocer la magnitud de la transpiración desde el punto de vista agronómico?


UNIDAD 4: FACTORES QUE INFLUYEN EN EL CONTENIDO HIDRICO DE LA PLANTA

OBJETIVOS:

Analizar algunos de los numerosos factores que determinan el contenido hídrico de la planta. Se estudiarán así caracteres estructurales tales como presencia de cutícula; concentración de solutos del medio (que determina diferente absorción de agua) y vapor de agua en la atmósfera. Se probará además el efecto del potencial de agua del medio en el crecimiento de las plantas.

EXPERIMENTOS:

1. Efecto de las características estructurales en la transpiración

Materiales:

Por grupo:

1.1. hojas de plantas hidrófilas (elodea, lenteja de agua),
hojas de plantas xerófilas (pastosalado o pasto de playa),
hojas no coriáceas de plantas mesófilas (coleo, tomate),
hojas coriáceas de plantas mesófilas (café, gomero, laurel, canelo),
hojas cerosas de plantas mesófilas (eucalipto, pino);
1.2. 6 tubérculos de papa,
2 cladodios de tuna,
cuchillo,
pinza,
microscopio,
portaobjetos y cubreobjetos;
1.3. 20 limones (o naranjas o manzanas);

General:

1.1., 1.2., 1.3. balanza,
bastidor de madera con rejilla plástica (o metálica);
1.3. éter de petróleo,
recipiente grande.

Procedimiento:

1.1. Características de las hojas

Tome una rama de elodea y séquela cuidadosamente con papel absorbente. Pese inmediatamente y anote su valor. Pese independientemente hojas mesófilas y xerofilas, anote el peso. Ponga todas las hojas a secar sobre la rejilla en un lugar seco (Fig. 41). Vuelva a pesar (después de 1, 3, 6 y 24 horas).

1.2. Tejidos protectores

Tome un cladodio de tuna y con pinzas quítele la epidermis junto con la cutícula. Péselo y colóquelo a secar sobre la rejilla. Como control use un cladodio de tuna de tamaño similar, al cual no se le ha extraído la epidermis ni la cutícula.

Pele tres papas y péselas, use como control tres papas de tamaño similar, péselas también y coloque todo a secar sobre la rejilla.

Vuelva a pesar al día siguiente, y a los 2, 4 y 6 días. Al sexto día haga un corte longitudinal de la superficie de la papa pelada y observe al microscopio. Haga otra preparación de la superficie de una papa recién pelada.

1.3. Efecto de substancias cerosas

Elija 20 limones y pese cada fruto. Deje 10 frutos como testigo. Introduzca los otros 10 frutos en éter de petróleo para quitar la cera.

Deje a temperatura ambiente y pese diariamente durante tres días cada fruto para determinar la pérdida de agua.

Resultados:

a. Anote en el cuadro las variaciones de peso fresco de los distintos tipos de hoja:

CUADRO No. 37. Pérdida de agua como porcentaje de peso fresco.

b. ¿Qué puede concluir de sus resultados? ¿Cuál es la causa de este comportamiento tan diferente?

c. Haga un gráfico del porcentaje de pérdida de agua en una hoja hidrófila y en una xerófila en función del tiempo.

d. Anote en el Cuadro No. 38 las variaciones de peso de los tratamientos de la parte 1.2.

CUADRO No. 38. Variaciones de peso del cladodio y de la papa.

Material

Tratamiento

Peso

%

1 día %

2 días %

4 días %

6 díass %

inicial

Cladodio   

100

100

Papa          

100

100

e. ¿Cuál fue la barrera protectora más eficaz contra la pérdida de agua?

f. Dibuje y compare las dos preparaciones de tejido de papa. Analice a qué se deben los cambios.

2. Efecto de la concentración de solutos en la absorción de agua

Materiales:

Por grupo:

2.1. 6 botellas o frascos de boca ancha de 250 ml,
6 tapones con 4 perforaciones laterales,
6 bandas de goma (hilo o algodón);
2.2. algodón,
7 botellas de boca angosta,
regla milimétrica;

General:

2.1. 12 plantas de tomate de 10 cm de alto, cultivadas en arena,
12 plantas de rabanito de 10 cm de alto, cultivadas en arena,
solución de manitol (o carbowax) de: 0.2; 0.4; 0.6; 0.8; 1.0 M (*),
recipiente grande de plástico;
2.2. 14 plantas de girasol de 10 cm de alto,
7 probetas de 500 ml,
solución de CaCl2 de 0.01 M, 0.02 M, 0.03 M, 0.05 M, 0.1 M, 0.2 M (o solución de NaCl de igual concentración).

Procedimiento:

2.1. Efecto en el marchitamiento

Llene cada botella con una de las siguientes soluciones de manitol.

Botella

Solución

1)

agua grifo

2)

solución de manitol 0.2 M

3)

solución de manitol 0.4 M

4)

solución de manitol 0.6 M

5)

solución de manitol 0.8 M

6)

solución de manitol 1.0 M

Elija 12 plantas de tomate y 12 de rabanito que sean de tamaño y desarrollo similar. Lave las raíces y evite dañarlas.

En cada botella coloque 2 plantas de tomate y 2 de rabanito distribuyéndolas en las perforaciones del tapón (Fig. 43). Sujete las plantas con una banda de goma (o algodón).

Observe el estado de las plantas después de 2, 6 y 24 horas.

2.2. Efecto en la transpiración

Llene cada una de las 7 botellas con 500 ml de una de las siguientes soluciones.

Botella

Solución

1)

agua de grifo

2)

solución CaCl2 0.01 M

3)

solución CaCl2 0.02 M

4)

solución CaCl2 0.03 M

5)

solución CaCl2 0.05 M

6)

solución CaCl2 0.1   M

7)

solución CaCl2 0.2   M

Elija 14 plantas de girasol de tamaño similar (mida el largo del tallo sobre los cotiledones), coloque 2 plantas en cada botella, utilizando algodón para sostenerlas y déjelas en un lugar bien iluminado. En caso de disminuir mucho el volumen de la solución agregue la

solución respectiva hasta el volumen original. Anote la cantidad de solución agregada. (También se puede realizar en tubos de ensayos).

Después de una semana saque las plantas, mida la longitud del tallo sobre los cotiledones, observe el aspecto de las plantas y determine la cantidad de agua que necesitó agregar para llevar la solución al nivel original.

Resultados:

a. Anote en qué tratamientos de la Parte I del experimento 2.1. se observaron signos de marchitamiento, el momento en que aparecen y en qué tipo de plantas.

b. ¿Existen diferencias entre el tomate y el rabanito respecto al tiempo de aparición del marchitamiento? ¿Cuál es a su juicio la razón?

c. ¿Existe alguna relación directa entre la concentración osmótica del medio y el marchitamiento? Explique.

d. Anote los valores encontrados en girasol:

CUADRO No. 39. Efecto de la concentración de sales en las plantas de girasol.

e. ¿Qué puede concluir acerca de la concentración de sales en la absorción de agua?

3. Efecto de la concentración del vapor de agua en la transpiración

Materiales:

Por grupo:

4 plantas de arveja de igual tamaño en macetero individual,
6 bolsas de polietileno;

General:

balanza,
hilo para amarrar.

Procedimiento:

Riegue abundantemente cuatro plantas de arveja; introduzca cada macetero en una bolsa de polietileno v amarre con un hilo como indica la Fig. 44a.

Cubra dos de las plantas con una bolsa de polietileno y amarre (Fig. 44b.). Para los cálculos finales determine el peso de una bolsa de polietileno. Pese cada una de las plantas en su macetero. Coloque luego dos plantas (a y b) en un lugar iluminado y temperado (20°C), y otras dos plantas en un lugar frío (alrededor de 10°C).

Pese las plantas cada media hora hasta completar tres horas. En caso de no presentarse variaciones se procede a alargar el tiempo.

Resultados:

a. Anote sus resultados en el cuadro:

CUADRO No. 40. Peso de las plantas de arveja.

b. ¿Cuál es el efecto de la temperatura? ¿Existe alguna relación entre temperatura, humedad relativa y transpiración?

c. Calcule los gramos perdidos en cada pesada y haga un gráfico en relación al tiempo.

d. ¿Cómo puede relacionar estas variaciones de peso con la intensidad transpiratoria?

4. Efecto del potencial de agua en el crecimiento

Materiales:

Por grupo:        

9 plántulas de maíz de aproximadamente 5cm de alto,
9 botellas de 250 ml,
9 etiquetas de identificación,
regla milimétrica,
3 vasos de 1 000 ml;

General:

balanza, manitol (o carbowax),
2 matraces de 1 000 ml, algodón.

Procedimiento:

Separe las botellas en 3 grupos que corresponderán a los siguientes tratamientos e identifíquelos.

Botella

Tratamiento

1-3

agua

4-6

solución de manitol con un potencial de agua de -3 bares

7-9

solución de manitol con un potencial de agua de -6 bares

Prepare un litro de solución de manitol de –3 bares y de –6 bares (véase Apéndice) y proceda a llenar las botellas con la solución respectiva. Marque el nivel.

Una vez que ha llenado las botellas con las soluciones indicadas proceda a colocar una planta en cada botella. Evite dañarlas. Sujételas con un algodón que actuará como soporte. Mida la altura del vástago de las plantas y llévelas a invernadero o lugar temperado. Agregue a la botella constantemente agua corriente para mantener el nivel. Mida su altura a los 4, 8, 12, 16 y 20 días.

Resultados:

a. Coloque las mediciones correspondientes a la altura de las plantas, en el siguiente cuadro:

CUADRO No. 41. Altura de las plantas.

Potencial de

No. plantas

Largo de las plantas (cm)

agua (bares)

4 días     8 días     12 días     16 días     20 días

0

1

2

3

-3

4

5

6

-6

7

8

9

b. A partir de sus mediciones, confeccione un gráfico con el largo promedio/tratamiento, de modo que represente el crecimiento de las plantas.

c. ¿Existe alguna relación entre el porcentaje de disminución de la elongación y el potencial del medio?


CUESTIONARIO No. 14.

1.¿Qué importancia tiene la concentración osmótica de la solución del suelo para la planta? Explique.

2.¿Qué efecto tiene la aplicación de abundante abono, o el uso de agua de riego con elevada concentración de sales, sobre el potencial del agua edáfica y sobre la absorción de ésta por parte de la planta?

3.¿Por qué muchas plantas, después de una copiosa lluvia, aparecen mustias?

4.Analice los factores que determinan los cambios de turgencia de las células de guarda y su incidencia en la apertura y cierre estomático.

5.Suponga que a 28°C la presión de vapor de los espacios del mes6filo es de 29 mm Hg y la presión de vapor de la atmósfera es de 15 mm Hg a la misma temperatura. ¿Qué ocurre con la transpiración y que sucederá si la situación externa se mantiene?

6.Enumere los principales factores ambientales que influyen sobre la transpiración y describa cómo afectan dicho proceso.

7.Describa algunas de las prácticas que se adoptan para reducir la transpiración en las plantas de cultivo.


BIBLIOGRAFÍA

CAPITULO 3.

3.1.Revisiones sobre el tema

BARKER, G.R. Understanding the Chemistry of the cell. London, Arnold, 1968. 60 p. (Studies in Biology No. 13).

BEEVERS, H. Respiratory metabolism in plants, New York, Harper & Row. 1965. 232 p.

_________. Conceptual development in metabolic control, 1924 a 1974 Plant Physiol. 54:437-442. 1974.

BONNER, W.D. Mitocondria and electron transport. In Bonner, J. y Varner J.E., eds. Plant Biochemistry. New York, Academic Press, 1965. pp. 89-123.

_________. Sistemas de transporte de electrones en los vegetales. In Jensen, W.A. y Kavaljian, L.G., eds. La Biología vegetal en nuestros días: avances y problemas. México, Herrero Hnos., 1968. pp. 158-172.

BONNER, J. y VARNER, J.E. The path of carbon in respiratory metabolism In Bonner, J. y Varner, J.E., eds Plant Biochemistry. New York, Academic Press, 1965. pp. 213-230.

CHANCE, B., BONNER, W.D. y STOREY, B.F. Electron transport in respiration. Ann. Rev. Plant. Physiol. 19:295-320. 1968.

FULLER, CAROTHERS, PAYNE y BALBACH. Botánica. 5a ed. Trad. C.G. Ottenwaelder. México, Nueva Editorial Interamericana, 1974. 512 p.

GLICK, D. Techniques in Histo and Cytochemistry. New York, Interscience, 1949.

GODDARD, D. R. y BONNER, W.D. Celular respiration. In Steward, F.C., ed Plant Physiology. A Treatise. New York, Academic Press, 1960. v. 1 A, pp. 209-312.

GOLDSBY, R.A. Cells and energy, New York. MacMillan, 1967.

JACKSON, W.A. and VOLK. Photorespiration. Ann. Rev. Plant Physiol. 21:385-432. 1970.

JAMES, W.O. Plan respiration. Oxford, Clarendon Press. 1953.

KRETOVICH, V.L. Principies of plant Biochemistry. Oxford, Pergamon Press, 1966.

LEHNINGER, A.L. The mitocondrion. Molecular bases of structure and function. New York, Benjamin, 1964.263p.

_________. Bioenergetics. 2a ed. Menlo Park, Ca., Benjamin, 1971. 245 p.

LIEBERMAN, M. y BAKER, F.E. Respiratory electron transport. Ann. Rev. Plant Physiol. 16:343-382. 1965.

McELROY, W.D. Cell Physiology and Biochemistry. 3a. ed. Englewood Cliffs, N.J., Prentice-Hall. 1971.

PALMER, F.M. The organization and regulation of electron transport in plant mitochondria. Ann. Rev. Plant Physiol. 27:133-157. 1976.

STI LES, W. y LEACH, W. Respiration in plants. 3a. ed. London, Methuen, 1952.

TURNER, F.F. y TURNER, D.H. The regulation of carbohydrate metabolism. Ann. Rev. Plant Physiol, 26:159-186.

UMBREIT, W.W., BURRIS, R.H. y STAUFFER, F.F. Manometrictechniques. 4a. ed. Mineapolis, Burgess, 1964.305p.

3.2. Artículos

GREEN, D.E. y HATEFI, F. The mitocondrion and biochemical machines. Science 133:13-19. 1961.

_________. The mitocondrion. Sci. Amer. 210(1):63-73.

JAMES, W.A. y LEECH, R.M. The plant cytocromes. Endeavour 19:108-114.

LEHNINGER, A.L. Energy transformation in the cela. Sci. Amer, 202(5):102-114. 1960. .

_________. How celis transform energy. Sci. Amer. 205(3):62-73. 1961.

RACKER, E. The membrane of mitocondrion. Sci. Amer. 218(2):32-39. 1968.

ROSE, A.H. Yeasts. Sci. Amer, 202(2):136-142. 1960.

RICHTER, G. Fisiología del metabolismo de las plantas Trad. por L. Muller México, CECSA, 1972. pp. 201-258.

TABORGA, L. Construction of a simple respirometer. Amer. Biol. Teach. 41(6):358-360.

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