CAPITULO 7

REGULACIÓN HORMONAL DEL CRECIMIENTO

INTRODUCCIÓN

Se sabe que el crecimiento de las plantas no sólo está determinado por la absorción de sustancias minerales a través de las raíces y por los hidratos de carbono sintetizados en las hojas, sino también por ciertas sustancias químicas que actúan como agentes específicos y correlacionan el crecimiento entre las diversas partes de la planta. Estos agentes son las hormonas vegetales o fitohormonas. Hill señala que una hormona es una sustancia orgánica que se produce dentro de la planta y que en bajas concentraciones promueve, inhibe o odifica cualitativamente el crecimiento.

Una característica común de las hormonas es su capacidad para inducir o reprimir algún proceso de crecimiento en la planta o actuar en forma localizada en un sitio que no es el de su síntesis.

Se ha visto que muchas sustancias sintetizadas en laboratorio, cuando son aplicadas a las plantas, tienen efectos similares a los causados por las hormonas naturales.

Estas sustancias se conocen como reguladores de crecimiento. En muchos casos estos reguladores han sido usados con éxito en el estudio de procesos controlados internamente por las fitohormonas, proporcionando así una herramienta poderosa al agricultor moderno para regular el crecimiento de las plantas, la época de floración, la cuaja de frutos.

Las hormonas se han clasificado en cinco grupos: auxinas, giberelinas, citocininas, inhibidores y etileno.

Auxinas. Entre las hormonas el grupo más conocido es el de las auxinas, compuestos que ejercen diversos efectos en el crecimiento vegetal. La auxina más estudiada y más abundante en la planta es el ácido indolacético (AIA). Muchos compuestos químicos, más o menos relacionados en su estructura con el AIA, pueden substituirlo para provocar similares respuestas de crecimiento. Un ejemplo bien conocido es el 2.4-D, constituyente de muchos herbicidas(Fig. 58).

Se ha observado la presencia de varios compuestos tipo indol en las plantas, pero es probable que su actividad como auxina se deba a su conversión en AIA.

Los efectos de la auxina en el crecimiento y desarrollo son numerosos y diversos. Algunos de estos involucran interacciones con otras fitohormonas y en muchos casos están relacionados con los que ejerce a nivel celular.

La auxina se sintetiza principalmente en los ápices de tallos y raíces, de donde migra a la zona de elongación y a las otras zonas donde ejercerá su acción. Esta migración desde el ápice es, aproximadamente, de 1 cm/hora y siempre es unidireccional: desde el ápice a la base (basipeta). Este movimiento se conoce como transporte polar.

Uno de los efectos fundamentales del AIA se observa en el fenómeno de elongación. En muchos casos segmentos de tallos donde se eliminó la auxina endógena denotan elongación en presencia de AIA exógena. Esta elongación es proporcional, dentro de ciertos límites, a la concentración de la auxina usada.

El efecto hormonal más conocido del AIA es el papel que juega en los tropismos al determinar la curvatura de ciertos tejidos en respuesta a un estímulo localizado. Esta curvatura es el resultado de una distribución asimétrica de auxina en el órgano.

La prueba de Went de la curvatura de arveja es un método rápido para comprobar la actividad de auxinas, ya que el grado de curvatura presentado por los dos brazos de la sección del tallo permite una demostración de la actividad de la concentración incógnita comparada con soluciones estándar (patrones).

Otro de los papeles importantes de la auxina es iniciar o promover la división celular. Así, la iniciación de la actividad cambial en muchos árboles durante la primavera es controla la por la auxina, que difunde basipetamente desde las yemas apicales. De la misma manera, la formación de raíces a partir de la región del periciclo en tallos puede ser inducida con la aplicación de auxinas. En esto se basa la aplicación de diversas auxinas como método práctico para estimular el enraizamiento de estacas.

Las raíces que se originan en las estacas reciben el nombre de raíces adventicias. Estas raíces pueden originarse de primordios radicales existentes en el tallo (ej. Salix) y cuyo desarrollo sólo requiere condiciones favorables; o bien, a partir de primordios radicales adventicios cuyo desarrollo se induce artificialmente.

Además de estos efectos directos de promoción de división celular y elongación, la auxina tiene otros correlativos en el crecimiento de las plantas. Por ejemplo, determina el fenómeno de dominancia apical, es decir, en plantas intactas sólo crece la yema apical y no las próximas a ella. La eliminación del ápice da como resultado el crecimiento de las yemas laterales cercanas a él. Sin embargo, si se cubre la superficie cortada con auxina, las yemas laterales continuarán inhibidas, porque la auxina ejerce una dominancia sobre ellas.

La auxina también es importante para regular la caída de hojas y frutos. Cuando la hoja se vuelve deficiente en la producción de auxina se forma en el pecíolo un tejido especial llamado capa de abscisión que aisla a la hoja, permitiendo su caída.

Aún no está totalmente claro el mecanismo mediante el cual la auxina produce respuestas tan variadas. Las respuestas a la hormona varían según la especie, los órganos y las condiciones a que ha estado sometida la planta.

El 2.4-D es una auxina sintética que en concentraciones supra-óptimas es tóxica. Se utiliza como herbicida, ya que presenta una toxicidad diferencial hacia ciertas plantas; así, al aplicarse una concentración determinada de 2.4-D a una mezcla de especies se observa que es muy tóxico para dicotiledóneas o sea plantas de hoja ancha, y menos tóxico en monocotiledóneas, de hoja angosta.

Giberelinas

 Son sustancias químicamente relacionadas con el ácido giberélico (AG3 ), el cual es un producto metabólico del hongo Giberella fujikuroi que ataca las plantaciones de arroz, volviendo a las plantas largas y delgadas y en consecuencia muy fáciles de quebrar. Actualmente se conoce más de 50 giberelinas que afectan el crecimiento de las plantas superiores.

La molécula de las distintas giberelinas está constituida por un esqueleto de gibano (Fig. 59).

Muchas plantas han demostrado tener varias giberelinas a la vez. Están presentes, generalmente, en gran cantidad en las regiones de activo crecimiento como ápice y hojas jóvenes en expansión, lo que sugiere que éste es el lugar de síntesis.

El AG3 al ser aplicado a ciertas plantas produce una gran elongación de los tallos que en algunos casos da como resultado una disminución del área foliar. La aplicación de giberelinas a plantas genéticamente enanas revierte este carácter y produce plantas de apariencia normal.

El mecanismo bioquímico por el cual giberelinas producen sus efectos no está bien establecido, pero se piensa que estaría relacionado con la inducción de la síntesis enzimática. Por ejemplo, el AG3 estimula la síntesis de a-amilasa en el endosperma de granos de cebada.

Otro efecto característico de las giberelinas es reemplazar los requerimientos de luz para germinar en semillas fotosensibles y sustituye los requerimientos de frío o de día largo (DL) necesarios para la floración de muchas especies.

Las giberelinas también actúan en la latencia (dormancia) tanto de yemas vegetativas como de semillas. Se ha observado un incremento de las giberelinas endógenas asociado a la ruptura del período de dormancia y por otra parte se ha visto que aplicaciones de AG3, frecuentemente, inducen la ruptura de la latencia.

Un uso agrícola importante de las giberelinas es su aplicación a racimos de uva (Thompson Seedless) para aumentar su tamaño. Comercialmente se están usando algunas sustancias sintéticas conocidas como retardadores o antigiberelinas (Fig. 60).

Estudios sobre el modo de acción de algunos de ellos han mostrado que uno de sus efectos es bloquear la síntesis de las giberelinas endógenas. Los efectos que estas sustancias causan se pueden atribuir entonces al menor nivel de giberelinas endógenas en el tejido. Esto se confirma por el hecho de que el menor crecimiento producido por estas sustancias puede ser revertido completamente al aplicar giberelinas.

Citocininas

Son sustancias que se caracterizan por su capacidad para interactuar con el AIA, promoviendo división en células que crecen en un medio artificial. Otra característica de este grupo de sustancias es su propiedad de afectar los patrones de diferenciación.

La citocinina más conocida es la cinetina, que es un regulador de crecimiento. Un ejemplo de citocinina natural es la zeatina que se encuentra en el endosperma de granos inmaduros de maíz (Fig. 61).

Las citocininas producen una variedad de efectos en el crecimiento y desarrollo de las plantas. Además de promover división celular, interactúan con las auxinas para inducir desarrollo de raíces y de tallos en un cultivo in vitro de tejido de tabaco.

Las citocininas también influyen en la estimulación de la germinación, el crecimiento de algunos frutos y el retardo de la senescencia de diferentes órganos. También interactúan con las auxinas y giberelinas para regular el crecimiento y diferenciación de plantas.

Diversos antecedentes sugieren que las citocininas se sintetizan en la raíz y son transportadas hacia las hojas en la corriente transpiratoria.

Etileno

Hace muchos años ya se sabía que el etileno tenía un efecto en las plantas. Es un gas volátil, de bajo peso molecuar (Fig. 62), que está relacionado con diversos fenómenos del desarrollo.

La producción de etileno por frutas maduras y su efecto para desencadenar la maduración en otras, hizo pensar que tiene importancia en su maduración.

También se ha encontrado que inhibe el crecimiento y formación de raíces laterales, rompe la dormancia en bulbos y promueve su desarrollo.

El etileno es sintetizado en diferentes tejidos y su producción frecuentemente es estimulada por auxinas, tanto naturales como sintéticas. También se ha observado un aumento de la producción de etileno en situaciones de "stress" (heridas, enfermedades, sequía).

lnhibidores

Además de existir sustancias que promueven crecimiento y desarrollo, existen sustancias que lo retardan. Una de ellas esel ácido abscísico (dormina, abscisina II) (Fig. 63).

Los efectos de este inhibidor son numerosos y complejos. Aplicaciones a frutos jóvenes de algodón aceleran su caída; retarda o inhibe el crecimiento de embriones, coleóptilos, raíces y tejidos cultivados in vitro. También inhibe la germinación de muchas especies y puede estar involucrado en la inhibición de la floracion.

Una de las grandes dificultades para el estudio de crecimiento y desarrollo es conocer c6mo trabajan las hormonas. Muchas de las evidencias acerca del mecanismo de acción son muy fragmentarias y siempre relacionadas con tipos de sustancias y de tejidos y condiciones específicas

Sin embargo, parece claro que crecimiento y desarrollo dependen de un balance entre las diferentes hormonas más que de la presencia o ausencia de una de ellas.

UNIDAD 1: AUXINAS

OBJETIVOS:

Las auxinas intervienen en un gran número de actividades relacionadas con el creci-miento. En esta unidad se demostrarán algunos de los principales efectos producidos por las auxinas, como elongación celular, formación de raíces, dominancia apical, abscisión y tropismos.

EXPERIMENTOS:

1. Efecto del AIA en la elongación celular

Materiales:

Por grupo:
6 cápsulas Petri,
regla milimétrica,
trozo de aislapol (poliestireno expandido) trozo de parafina,
cortador de coleóptilos (*),
hoja de afeitar;

General:

plántulas de avena que han crecido en la oscuridad,
cámara oscura,
agua destilada,
solución de sacarosa al 4%,
solución de AIA (**) de 0.02 mg/l,
solución de AIA de 0.2 mg/I,
solución de AIA de 2 mg/l,
solución de AIA de 20 mg/I,
6 pipetas de 5 ml,
estufa.

Procedimiento:

Numere cada una de las cápsulas Petri y agregue el volumen indicado de cada una de las siguientes soluciones:

Elija 60 plántulas de avena con coleóptilos intactos, que tengan 2 a 3 cm de largo. Corte cuidadosamente los coleóptilos con una hoja de afeitar y coloque 10 de ellos sobre aislapol o cualquier soporte que no ofrezca resistencia. Use un cortador de coleóptilos para obtener secciones de 10 mm de largo (Fig. 64). Preferentemente trabaje en un cuarto oscuro con luz roja. En caso contrario trabaje, rápidamente, con luz atenuada. Coloque 10 secciones de coleóptilo en cada una de las 6 cápsulas Petri. Guarde las cápsulas en oscuridad durante 24 a 48 horas a 25°C. Mida la elongaci6n de cada una de las secciones de coleóptilo en cada tratamiento.

Resultados:

a. Anote el largo de las secciones de coleóptilo de cada cápsula en el Cuadro No. 54 y calcule el porcentaje de crecimiento que presentan.

CUADRO No. 54. Elonqación de las secciones de coleóptilo de avena.

Tratamiento

Repetición

Largo de las

Promedio

% aumento sobre el

secciones

control en agua

agua

sacarosa al 2%

AIA de 0.01 mg/I

y sacarosa al 2%

AIA de 0.1 mg/I

y sacarosa al 2%

AIA de 1 mg/I

y saca rosa al 2%

AIA de 10 mg/I

y sacarosa al 2%

 

b. Haga un gráfico de la relación entre el crecimientoy la concentración de la auxina (Fig. 65).

c. Usando esta curva patrón determine a qué concentración de auxina correspondería un largo promedio de coleóptilo de 10.5 mm.

d. El aumento de la concentración de AIA, ¿provoca un aumento proporcional del crecimiento

e. ¿Por qué se eliminó el ápice del coleóptilo?

f. Si usara concentraciones más elevadas de AIA, como 100 mg/1 y 1000 mg/1 ¿qué ocurriría con el crecimiento de los coleóptilos?

1. Efecto de AIB en la formación de raíces

Materiales:

Por grupo:
tijeras de podar,
5 vasos plásticos de 250 ml;

General:

ramas de sauce (o coleo, geranio o tomate),
cajones con arena,
solución de ácido indol-butírico (AIB) (*) de 1 ppm,
solución de ácido indol-butírico (AIB) de 10 ppm,
solución de ácido indol-butírico (AIB) de 100 ppm,
solución de ácido indol-butírico (AIB) de 500 ppm,
agua destilada,
5 probetas de 100 ml.

Procedimiento:

Corte estacas de sauce de 10 a 15 cm (con 3 a 6 nudos). Haga el corte basal inmediatamente debajo de un nudo y el corte superior sobre un nudo. Elimine las hojas inferiores pero deje 3 a 4 de las superiores.

Coloque, durante una hora, 10 estacas en cada uno de los vasos que contengan 100 ml de una de las siguientes soluciones:

Vaso

 

1)

agua destilada

2)

solución de AIB de 1 ppm

3)

solución de AIB de 10 ppm

4)

solución de AIB de 100 ppm

5)

solución de AIB de 500 ppm

(En caso de usar estacas de geranio, coleo o tomate, se debe eliminar las dosis de 100 y 500 ppm y ampliar el rango de 1 a 10 ppm, por ej. 1, 2.5, 5 y 10 ppm).

Plante las estacas en cajones con arena húmeda y deje en ambiente temperado y luz difusa. Observe al cabo de 2 ó 3 semanas. Es importante mantener la humedad en los cajones, regándolos periódicamente. Cumplido este período saque las estacas de los cajones con cuidado de no romper las raíces y observe la presencia de raíces adventicias, primordios radicales y anormalidades.

Resultados:

a. Anote lo observado en cada tratamiento:

CUADRO No. 55. Enraizamiento en estacas.

ver cuadro nº55

b. ¿Cuál es, a su juicio, la concentración de AlB más efectiva? ¿Qué ocurre con la concentración de 500 ppm? ¿Qué pasaría si las estacas se colocaran en esta concentración en un período más corto? Fundamente.

3. Prueba de la curvatura del tallo de arveja

Materiales:

Por grupo:
hoja de afeitar,
7 cápsulas Petri,
vaso plástico de 100 ml;

General:

plántulas de arveja cultivadas durante 7 a 10 días en oscuridad,
solución de AIB (*) de 0.5; 5, 50, 500, 5 000 ppm (o ANA),
solución de AlB de concentración desconocida entre 0.5 y 5 000 ppm (proporcionada por el profesor),
7 probetas de 25 ml,
estufa,
transportador.

Procedimiento:

Elija 25 plántulas cuyo tallo tenga una longitud de 10 a 12 cm. Elimine en cada plántula los primeros 5 mm que incluyan la yema apical y corte secciones de tallo de 5 cm de largo. A través de la médula haga un corte longitudinal de aproximadamente 3 cm (Fig. 66). La incisión debe tener 3/4 del largo total de la sección de tallo.

Coloque los tallos en un vaso con agua destilada durante una hora.

Numere las cápsulas Petri y agregue a cada una 20 ml de una de las soluciones indicadas a continuación. Ajuste el pH de las soluciones a 5.0.

Cápsula

Solución

1)

agua destilada,

2)

solución

de AIB de 0.5 ppm,

3)

solución

de AIB de 5 ppm,

4)

solución

de AIB de 50 ppm,

5)

solución

de AIB de 500 ppm,

6)

solución

de AIB de 5000 ppm,

7)

solución

de AIB de concentra-

 

ción desconocida

Coloque en cada cápsula 5 tallos de arveja y déjelas de 6 a 24 horas en estufa a 30°C y en oscuridad. Saque los segmentos, séquelos cuidadosamente y luego proceda a copiarlos. Para medir el ángulo de curvatura trace líneas paralelas a la punta y a la base de una porción curvada y hendida (Fig. 66b).

El ángulo de curvatura se mide con un transportador, en el punto de inflexión entre la curvatura hacia adentro y la saliente.

Resultados:

a. Mida el ángulo de curvatura de ambos brazos de cada segmento y saque un promedio de sus observaciones.
b. Haga un gráfico que ilustre el efecto del regulador, usando el logaritmo de la concentración (si usa papel semilogarítmico no necesita usar el logaritmo de la concentración).

c. Discuta la naturaleza de la respuesta y la base teórica de la prueba.

d. ¿Por qué es necesario eliminar la yema apical?

e. ¿Para qué se lavan las secciones de tallo en agua?

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